Advances in Clinical and Experimental Medicine

Adv Clin Exp Med
Impact Factor (IF) – 1.227
Index Copernicus (ICV 2018) – 157.72
MNiSW – 40
Average rejection rate – 84.38%
ISSN 1899–5276 (print)
ISSN 2451-2680 (online)
Periodicity – monthly

Download PDF

Advances in Clinical and Experimental Medicine

2008, vol. 17, nr 6, November-December, p. 599–605

Publication type: original article

Language: English

Creative Commons BY-NC-ND 3.0 Open Access

The Effect of Photodynamic Treatment on the Levels of Aldehydic Lipid Peroxidation Products in Human Tumor Cells

Wpływ reakcji fotodynamicznej na zawartość aldehydowych produktów peroksydacji lipidów w ludzkich komórkach nowotworowych

Alicja Zajdel1,, Małgorzata Latocha2,, Adam Wilczok1,

1 Department of Biopharmacy, Medical University of Silesia, Katowice, Poland

2 Department of Cell Biology, Medical University of Silesia, Katowice, Poland

Abstract

Background. Reactive oxygen species generated during photodynamic treatment (PDT) initiate membrane lipid peroxidation, leading to the formation of saturated and unsaturated aldehydes which act as bioactive molecules under physiological and pathological conditions. In pigmented melanoma cells this process is influenced by melanin.
Objectives. The aim was to investigate the relationship of particular aldehyde levels in pigmented and unpigmented tumor cells and their survival after PDT.
Material and Methods. The survival of human melanoma (SK−MEL) and human colon adenocarcinoma (Caco−2) cells after incubation with delta−aminolevulinic acid (5−ALA) or illumination with visible light in the presence or absence of the photosensitizer was measured by a fluorimetric assay based on DAPI staining. Aldehydic lipid peroxidation products were determined as their dinitrophenylhydrazone derivatives in the cells by HPLC/MS/MS with atmospheric pressure ionization.
Results. After PDT nearly 60% of the Caco−2 cells were killed, while PDT insignificantly influenced the survival of SK−MEL cells. There was also no significant difference in cell survival and aldehydic lipid peroxidation product levels of cells exposed to 5−ALA or light in both cell lines. Aldehyde levels in Caco−2 cells significantly increased after PDT compared with the control, particularly of 4−hydroxyhexenal (3.9 times) and 4−hydroxynonenal (5.7 times). In contrast, PDT caused a statistically significant increase in SK−MEL cells only in 4−hydroxynonenal (2.0 times). The other aldehyde levels in these cells remained almost unchanged.
Conclusion. The observed increases in aldehyde levels, especially of 4−hydroxyalkenals, correlated with decreased cell survival, particularly of Caco−2 cells, which do not contain melanin. Excessive formation of 4−hydroxyalkenals and other highly reactive peroxidation products should be considered when developing photodynamic treatment protocols.

Streszczenie

Wprowadzenie. Wytwarzane podczas reakcji fotodynamicznej reaktywne formy tlenu inicjują proces peroksydacji lipidów błonowych, który prowadzi do powstania biologicznie aktywnych, zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych, nasyconych i nienasyconych aldehydów. W upigmentowanych komórkach czerniaka na proces ten wpływa melanina.
Cel pracy. Zbadanie zależności między przeżywalnością upigmentowanych i nieupigmentowanych komórek nowotworowych poddanych reakcjom fotodynamicznym a ilością wytworzonych aldehydów.
Materiał i metody. Przeżywalność ludzkich komórek nowotworowych czerniaka (SK−MEL) i gruczolakoraka jelita grubego (Caco−2) poddanych inkubacji z 5−ALA, naświetlaniu w obecności i nieobecności fotouczulacza mierzono, stosując metodę fluorymetryczną po wybarwieniu komórek fluorochromem DAPI. Aldehydowe produkty peroksydacji lipidów po przekształceniu ich w dinitrofenylohydrazony oznaczano techniką HPLC/MS/MS z zastosowaniem jonizacji w ciśnieniu atmosferycznym.
Wyniki. Wodróżnieniu od komórek Caco−2, gdzie prawie 60% komórek zostało zniszczonych wskutek reakcji fotodynamicznej, w komórkach SK−MEL nie obserwowano istotnych zmian w ich przeżywalności. W obydwu liniach komórkowych poddanych działaniu kwasu delta−aminolewulinowego lub naświetlaniu nie stwierdzono różnic w przeżywalności komórek i w zawartości aldehydowych produktów peroksydacji lipidów. W komórkach Caco−2 poddanych reakcji fotodynamicznej, w odniesieniu do grupy kontrolnej, znacząco zwiększyła się zawartość aldehydów, szczególnie 4−hydroxyheksenalu (3,9−krotnie) i 4−hydroksynonenalu (5,7−krotnie). W wyniku reakcji fotodynamicznej w komórkach SK−MEL znacząco zwiększyła się tylko zawartość 4−hydroksynonenalu (2− krotnie). Zawartość pozostałych oznaczanych aldehydów nie wykazała statystycznie istotnych zmian.
Wnioski. Zaobserwowano, że wzrostowi zawartości poszczególnych aldehydów, zwłaszcza 4−hydroksyalkenali, towarzyszył spadek przeżywalności komórek, w szczególności niezawierających melaniny komórek Caco−2. Powstawanie tych wysoko reaktywnych związków należałoby uwzględniać podczas ustalania warunków terapii fotodynamicznej.

Key words

lipid peroxidation, photodynamic treatment, tumor

Słowa kluczowe

peroksydacja lipidów, terapia fotodynamiczna, nowotwory

References (28)

  1. Girotti AW: Photodynamic lipid peroxidation in biological systems. Photochem Photobiol 1990, 51, 497–509.
  2. Girotti AW: Photosensitized oxidation of membrane lipids: reaction pathways, cytotoxic effects, and cytoprotective mechanisms. J Photochem Photobiol B Biol 2001, 63, 103–113.
  3. Comporti M: Lipid peroxidation. Biopathological significance. Mol Aspects Med 1993, 14, 199–207.
  4. Comporti M: Lipid peroxidation and biogenic aldehydes: from the identification of 4−hydroxynonenal to further achievements in biopathology. Free Radic Res 1998, 28, 623–635.
  5. Dianzani MU: 4−Hydroxynonenal and cell signaling. Free Radic Res 1998, 28, 553–560.
  6. Rinaldi M, Barrera G, Spinsanti P, Pizzimenti S, Ciafre SA, Parella P, Farace MG, Signori E, Dianzani MU, Fazio VM: Growth inhibition and differentiation induction in murine erythroleukemia cells by 4−hydroxynonenal. Free Radic Res 2001, 34, 629–637.
  7. Barrera G, Pizzimenti S, Laurora S, Briatore F, Toaldo C, Dianzani MU: 4−hydroxynonenal and cell cycle. Biofactors 2005, 24, 151–157.
  8. Scalia M, Geremia E, Corsaro C, Santoro C, Baratta D, Sichel G: Lipid peroxidation in pigmented and unpigmented liver tissues: protective role of melanin. Pigment Cell Res 1990, 3, 115–119.
  9. Blaheta RA, Franz M, Auth MK, Wenisch HJ, Markus BH: Arapid non−radioactive fluorescence assay for the measurement of both cell number and proliferation. J Immunol Methods 1991, 142, 199–206.
  10. Esterbauer H, Cheesman KH, Dianzani MU, Poli G, Slater TF: Separation and characterization of the aldehydic products of lipid peroxidation stimulated by ADP−Fe2+ in rat liver microsomes. Biochem J 1982, 208, 129–140.
  11. Deighton N, Magill WJ, Bremner DH, Benson EE: Malonodialdehyde and 4−hydroxy−2−nonenal in plant tissue cultures: LC−MS determination of 2,4−dinitrophenylohydrazone derivatives. Free Radic Res 1997, 27, 255–265.
  12. Nowis D, Makowski M, Stoklosa T, Legat M, Issat T, Golab J: Direct tumor damage mechanisms of photodynamic therapy. Acta Biochim Pol 2005, 52, 339–352.
  13. Chen B, Pogue BW, Hoopes PJ, Hasan T: Vascular and Cellular Targeting for Photodynamic Therapy. Crit Rev Eukaryot Gene Expr 2006, 16, 279–306.
  14. Van Duijnhoven FH, Aalbers RI, Rovers JP, Terpstra OT, Kuppen PJ: The immunological consequences of photodynamic treatment of cancer, a literature review. Immunobiology 2003, 207, 105–113.
  15. Esterbauer H: Estimation of peroxidative damage. A critical review. Pathol Biol (Paris) 1996, 44, 25–28.
  16. Liu J, Yeo HC, Doniger SJ, Ames BN: Assay of aldehydes from lipid peroxidation: gas chromatography−mass spectrometry compared to thiobarbituric acid. Anal Biochem 1997, 245, 161–166.
  17. Andreoli R, Manini P, Corradi M, Mutti A, Niessen WMA: Determination of patterns of biologically relevant aldehydes in exhaled breath condensate of healthy subjects by liquid chromatography/atmospheric chemical ionization tandem mass spectrometry. Rapid Commun Mass Spectrom 2003, 17, 637–645.
  18. Gederaas OA, Lagerberg JW, Brekke O, Berg K, Dubbelman TM: 5−aminolevulinic acid induced lipid peroxidation after light exposure on human colon carcinoma cells and effects of alpha−tocopherol treatment. Cancer Lett 2000, 159, 23–32.
  19. Hjelde A, Gederaas OA, Krokan HE, Brubakk AO: Lack of effect of hyperoxia on photodynamic therapy and lipid peroxidation in three different cancer cell lines. Med Sci Monit 2005, 11, BR351–356.
  20. Sakharov DV, Elstak ED, Chernyak B, Wirtz KW: Prolonged lipid oxidation after photodynamic treatment. Study with oxidation−sensitive probe C11−BODIPY581/591. FEBS Lett 2005, 579, 1255–1260.
  21. Kessel D, Luo Y: Delayed oxidative photodamage induced by photodynamic therapy. Photochem Photobiol 1996, 64, 601–604.
  22. Wang HP, Qian SY, Schafer FQ, Domann FE, Oberley LW, Buettner GR: Phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase protects against singlet oxygen−induced cell damage of photodynamic therapy. Free Radic Biol Med 2001, 30, 825–835.
  23. Voigt A, Agatha G, Zintl F: Polyunsaturated but not conjugated linoleic acid supplementation of leukemic U937 cells can act as an amplification factor for photofrin−mediated photodynamic therapy. Photochem Photobiol 2006, 82, 763–769.
  24. Lee JY, Je JH, Kim DH, Chung SW, Zou Y, Kim ND, Ae−Yoo M, Suck−Baik H, Yu BP, Chung HY: Induction of endothelial apoptosis by 4−hydroxyhexenal. Eur J Biochem 2004, 271, 1339–1347.
  25. West JD, Ji C, Duncan ST, Amarnath V, Schneider C, Rizzo CJ, Brash AR, Marnett LJ: Induction of apoptosis in colorectal carcinoma cells treated with 4−hydroxy−2−nonenal and structurally related aldehydic products of lipid peroxidation. Chem Res Toxicol 2004, 17, 453–462.
  26. Hadjur C, Richard MJ, Parat MO, Jardon P, Favier A: Photodynamic effects of hypericin on lipid peroxidation and antioxidant status in melanoma cells. Photochem Photobiol 1996, 64, 375–381.
  27. Kowalczuk C, Priestner M, Baller C, Pearson A, Cridland N, Saunders R, Wakamatsu K, Ito S: Effect of increased intracellular melanin concentration on survival of human melanoma cells exposed to different wavelengths of UV radiation. Int J Radiat Biol 2001, 77, 883–889.
  28. Kvam E, Dahle J: Pigmented melanocytes are protected against ultraviolet−A−induced membrane damage. J Invest Dermatol 2003, 121, 564–569.